在传统宽场显微镜中，来自标本不同纵深的光线都可投射到同一焦平面（感光元件）上，所以其成像是整个样品的重叠像，没有纵向分辨能力。单光子激光共聚焦显微镜用***有效滤除了杂散光，分辨率有了本质上的提高，拥有了对样品的特定焦平面精细成像的能力，可以进行三维成像、动态成像等。然而，***在滤除杂散光的同时也将大部分来自焦平面的荧光滤除了，只有很弱的荧光到达检测器。若要提高信号强度，需要加大激发光功率，这又会导致对活细胞的光毒性和荧光分子的光漂白增加。双光子显微镜比较大的优势来源于其双光子光源的非线性光学效应，与单光子共聚焦显微镜比较大的不同在于无须使用***限制光学散射，其具体优势如下。双光子显微镜比单光子共聚焦显微镜较大的不同在于无须使用孔限制光学散射。激光双光子显微镜用途
随着技术的发展，双光子显微镜的性能得到不断地优化，结合它的特点，大致可以分成深和活两个方面的提升。要想让激发激光进入更深的层面，大致可从两个方面入手，装置优化与标本改造。关于装置优化，我们可以把激光束变得更细，使能量更加集中，就能让激光穿透更深。关于标本，其中影响光传播的主要是物质吸收和散射，解决这个问题，我们需要对样本进行透明化处理。一种方法是运用某种物质将标本浸泡，使其中的物质（主要是脂质）被破坏或溶解。另一种方法是运用电泳将脂质电解，进而让标本“透明度”提高。美国激光荧光双光子显微镜光子探测双光子显微镜已延伸到各个领域研究中，它能对样品进行三维观察。
美国霍华德·休斯医学研究所在JaneliaFarmResearchCampus的吉娜博士小组与来自中科院上海光机所强场激光物理国家重点实验室的王琛博士较近成功将一种新的自适应光学的方法和双光子显微镜结合，研制出一种新的自适应光学双光子荧光显微镜。通过校正小鼠大脑的像差，在视觉皮层的不同深度处均获得了提高数倍的成像分辨率和信号强度，明显改进了成像质量，使得原来在鼠脑中不可见或者模糊的细节变得清晰可见，她们成功将该方法应用于老鼠视觉皮层第五层（约500µm）的形貌结构成像和钙离子功能成像。这一新的自适应光学方法，使得在小鼠深层区域成像中获得近衍射极限的成像分辨率成为现实。这一成果发表在较新一期的《NatureMethods》。
首先，双光子成像采用波长范围约在700~1000 nm的近红外光激发，在组织中的散射系数较小，穿透性很好，因此非常适合厚样本的观察。同时，由于是近红外光激发，也能避免样品中激发波长较短的自发荧光物质的干扰，可获得较强的荧光信号（如下图）。所以双光子成像具有较深的穿透力和较小的光毒性。通常在活物脑组织中双光子显微镜有效成像深度可达200~500 μm，能够较好地进行三维成像。双光子成像的另一大优势在于精确的空间点聚焦性。一般条件下，物质只会被单光子激发，只有在光子密度足够高的情况下，物质才会吸收两个光子从而被激发，所以，双光子只会在光子密度蕞高的物镜焦点附近发生，很少产生焦平面外的杂散光（如下图）。这种性质既提高了成像质量，也降低了样本的光漂白、光损伤区域。基于这些优势，使得双光子显微镜非常适合对活细胞、活组织进行长时间在体成像。双光子显微镜可以用于局部微蚀镭射磨皮后的胶原重塑的检测。
利用钙成像技术记录大脑活动，随着功能光学成像技术的发展，神经学家们已经可以研究脑区和神经元内部的工作情况。功能钙成像技术就是其中之一，其主要原理是将外源性荧光信号和生理现象耦合起来——通过荧光染料信号的改变反映细胞内游离钙离子浓度，以此细胞的功能状态。目前它被广泛应用于实时监测一群相关神经元内钙离子的变化，从而判断其功能活动。该技术的出现使得科学家可以亲眼目睹神经信号在神经网络之中时间和空间上的传递穿梭。双光子显微镜能够进行光裂解、光转染和光损伤等光学操纵。国外bruker双光子显微镜的成像视野
双光子显微镜在组织透明化成像中应用；激光双光子显微镜用途
2008年钱永健等人由于荧光蛋白（GFP，绿色荧光蛋白）的发现和使用，获得了诺贝尔化学奖，是对荧光成像技术的一次巨大肯定和推动。与荧光蛋白以及荧光染料等标记物在细胞中的定位与表达技术相结合，使得科学家可以特异性的分辨生物体乃至细胞内部不同结构与成分，并且能够在生命体和细胞仍具有活性的状态下（状态）对其功能进行动态观察。这就使得荧光成像技术成为了无可替代的，生物学家现今较为重要的技术手段之一。目前，大多数细胞生物学和生理学研究主要还是在离体培养的细胞体系中研究。然而与细胞生物学研究有所不同的是，大脑的功能研究的整体性和原位性显得更加关键：只研究分离的神经元无法解释神经系统的功能和规律。由于被观测的信号会受到样本组织的散射和吸收，根本无法穿透如此深的组织进行成像。而双光子显微镜（Two-photonMicroscopy，简称TPM）的发明，则为此类研究带来了希望。激光双光子显微镜用途
